Speichelfaktoren der Lone Star-Zecke, Amblyomma americanum, verschlimmern das klinische Ergebnis der Heartland-Virus-Erkrankung in einem Kleintiermodell

Scientific Reports Band 13, Artikelnummer: 13304 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Das Heartland-Virus wurde erstmals 2009 bei zwei Patienten in Missouri isoliert und wird durch die Lone-Star-Zecke Amblyomma americanum übertragen. Um die Übertragung und Pathogenese von Krankheiten zu verstehen, ist es notwendig, ein Tiermodell zu entwickeln, das den natürlichen Übertragungsweg nutzt und sich auf ähnliche Weise manifestiert wie dokumentierte Fälle beim Menschen. Hier beschreiben wir unsere Untersuchungen zur Identifizierung von A129-Mäusen als das am besten geeignete Kleintiermodell für die HRTV-Pathogenese, das die klinischen Ergebnisse beim Menschen nachahmt. Wir untersuchten außerdem den Einfluss von Zeckenspeichel auf die Verbesserung der Übertragung von Krankheitserregern und der klinischen Ergebnisse. Unsere Untersuchungen ergaben einen Anstieg der Viruslast in den Gruppen von Mäusen, die sowohl Viren als auch Zeckenspeicheldrüsenextrakt (SGE) erhielten. Die Milzen aller infizierten Mäuse zeigten eine extramedulläre Hämatopoese (EH), eine verminderte weiße Pulpa und das Fehlen von Keimzentren. Diese Beobachtung ahmt die Splenomegalie nach, die in natürlichen Fällen beim Menschen beobachtet wird. In der Gruppe, die sowohl HRTV als auch Zecken-SGE erhielt, war das klinische Ergebnis einer HRTV-Infektion im Vergleich zu einer reinen HRTV-Infektion verschlimmert. Die EH-Werte und das Vorhandensein viraler Antigene in der Milz waren bei Mäusen höher, die sowohl HRTV als auch Zecken-SGE erhielten. Zusammenfassend haben wir ein Kleintiermodell entwickelt, das eine natürliche menschliche Infektion nachahmt und außerdem den Einfluss von Zeckenspeichelfaktoren auf die Verschlimmerung der HRTV-Infektion demonstriert.

Zecken sind seit über einem Jahrhundert ein bekannter Überträger von Viren, die beim Menschen Krankheiten verursachen1, und die geografische Verbreitung von Zecken und den von ihnen übertragenen Krankheitserregern erstreckt sich über weite Teile der Welt2,3. Obwohl die Gründe nicht vollständig geklärt sind, hat die Zahl der Fälle von durch Zecken übertragenen Viren in den letzten Jahrzehnten zugenommen3,4,5,6,7. Seit 2007 werden durch Zecken neu entdeckte Viren entdeckt, darunter das Dabie-Bandavirus, der Erreger des schweren Fieber- und Thrombozytopenie-Syndroms (SFTS), das Bourbon-Virus, der Erreger der Bourbon-Virus-Krankheit, und das Heartland-Virus (HRTV), der Erreger der Heartland-Erkrankung Viruserkrankungen wurden sowohl durch Fälle beim Menschen als auch durch retrospektive Untersuchungen von menschlichem oder tierischem Serum und im Feld gesammelten Zecken identifiziert8,9,10,11. Das Heartland-Virus (Familie Phenuiviridae, Gattung Bandavirus) ist eine neu auftretende, durch Zecken übertragene Krankheit, die erstmals 2009 bei zwei erkrankten Menschen in Missouri, USA, isoliert wurde9. Nach der ersten Entdeckung von HRTV gab es über 50 bestätigte Fälle beim Menschen in 14 Bundesstaaten (Abb. 1)12,13. Die Symptome der HRTV-Erkrankung ähneln denen des eng verwandten SFTSV, das 2007 in China isoliert wurde8, und umfassen Fieber, Kopfschmerzen, Müdigkeit, Übelkeit, Muskel- und Gelenkschmerzen sowie Anorexie, wobei Blutuntersuchungen Thrombozytopenie, Leukopenie und erhöhte Leberenzyme zeigen9 ,12,14. Es sind vier Fälle von HRTV mit tödlichem Ausgang bekannt, alle bei Personen mit erheblichen Komorbiditäten14,15,16,17. Das Screening von Blut, das 2013 von Blutspendern im Nordwesten von Missouri gesammelt wurde, schätzte die menschliche Seroprävalenz in Endemiegebieten auf 0,9 %, während Tests an Personen mit einer Erkrankung unbekannter Ätiologie und Symptomen, die mit einer HRTV-Erkrankung in Einklang standen, in sieben Bundesstaaten eine akute und frühere Infektion identifizierten18,19. Die Lone Star-Zecke, Amblyomma americanum, wurde als Überträger für HRTV in Betracht gezogen. Pools von im Freiland gesammelten A. americanum-Zecken, die in der Nähe der Häuser der Indexpatienten sowie in nahegelegenen Regionen von Missouri und Kansas gefangen wurden, wurden positiv auf HRTV getestet20,21,22,23. Einsame Sternzecken sind aggressiv bei der Wirtssuche und ernähren sich bereitwillig von Menschen24,25,26. Das aktuelle Verbreitungsgebiet von A. americanum umfasst einen Großteil des Südostens, Nordostens und Mittleren Westens der Vereinigten Staaten, aber Berichte über eine geografische Expansion sowie die Modellierung von Klimawandelszenarien deuten darauf hin, dass es immer mehr Gebiete gibt, in denen die Umweltbedingungen für die Etablierung von A. americanum geeignet sind27,28 ,29,30,31. Obwohl HRTV-Fälle beim Menschen nicht in allen Gebieten entdeckt wurden, in denen A. americanum vorkommt, hat die begrenzte Überwachung von Wild- und Haustieren in diesen Gebieten Seropositivität bei mehreren Arten gezeigt, darunter Weißwedelhirsche (Odocoileus virginianus) und Waschbären (Procyon lotor). , Kojoten (Canis latrans) und Elche (Alces alces) in 18 Staaten und HRTV-infizierte Zecken in sechs Staaten (Abb. 1)21,23,32,33,34,35,36,37. Die Bemühungen, geeignete Tiermodelle zur Untersuchung der HRTV-Übertragung und -Pathogenese zu entwickeln, waren begrenzt und immunkompetente Tiere rekapitulieren nicht die Symptome einer menschlichen Krankheit38,39,40. In beiden zuvor veröffentlichten Arbeiten und basierend auf unseren Experimenten scheinen nur Tiere, denen Interferon (IFN)-Rezeptoren fehlen, anfällig für eine HRTV-Infektion zu sein38,41,42. Bisher konzentrierten sich die Bemühungen zur Entwicklung von Tiermodellen hauptsächlich auf die Wechselwirkungen zwischen Krankheitserreger und Wirt, ohne die Rolle des Arthropodenvektors bei der Krankheitsübertragung und Pathogenese gründlich zu untersuchen. Der Fütterungsprozess von Ixodid-Zecken unterscheidet sich stark von dem anderer blutsaugender Arthropoden, sowohl hinsichtlich der gesammelten Blutmenge als auch der Dauer der Fütterung. Während der Stich einer Mücke, eines Flohs oder einer Mücke innerhalb weniger Minuten abgeschlossen sein kann, fressen Ixodid-Zecken mehrere Tage oder Wochen lang und vergrößern ihre Größe erheblich, um eine große Blutmahlzeit aufzunehmen. Um die Nahrungsaufnahme zu erleichtern und die Entdeckung des Zeckenspeichels zu verhindern, wurde eine komplexe Kombination pharmakologisch aktiver Verbindungen entwickelt, die bei der Blockierung, Modulation und Unterdrückung der Juckreiz- und Schmerzreaktion, der Immunantwort, der Wundheilung und der Gerinnungsreaktionen des Wirts helfen43,44. Es wurde gezeigt, dass sich diese Verbindungen während des Fütterungsprozesses verändern und zwischen den Lebensstadien der Zecken variieren können45,46. Während der Zweck dieser Verbindungen dem Vektor zugute kommt, schaffen sie auch eine Umgebung, die die Übertragung von Krankheitserregern durch einen Prozess namens Speichel-aktivierte Übertragung (SAT) ermöglicht und den Krankheitsverlauf verschlimmert43,47,48,49. Um die Übertragung und Pathogenese von durch Arthropoden übertragenen Viren zu verstehen, ist es wichtig, die Wechselwirkungen zwischen Krankheitserreger, Wirt und Vektor zu untersuchen. Die übergeordneten Ziele dieser Studien bestanden darin, ein Kleintiermodell zu identifizieren, das klinische und pathologische Veränderungen im Einklang mit menschlichen Fällen von HRTV-Infektionen zeigte, und anschließend den Einfluss von Zeckenspeichel auf die Pathogenese zu bewerten.

Bekannte Verbreitung von Amblyomma americanum und Heartland-Virus. Aktuelle CDC-Schätzungen zur Verbreitung von A. americanum (https://www.cdc.gov/ticks/geographic_distribution.html), überlagert mit dem bekannten Vorkommen von Fällen beim Menschen (blauer Punkt), infizierten Zecken (roter Punkt) und seropositiven Wildtieren (lila Punkt). ).

Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International (AAALAC) in einer von der AAALAC zugelassenen Einrichtung durchgeführt. Die Studienprotokolle (1504024 und 0112059) wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Texas Medical Branch (UTMB) genehmigt. Nach der Ankunft oder Überführung in Einrichtungen der UTMB Animal Biosafety Level 3 (ABSL3) durften sich die Tiere an die Einrichtung gewöhnen vor Studienbeginn.

Ausgewachsene Amblyomma americanum-Zecken, die frei von bekannten menschlichen Krankheitserregern waren und vom Department of Entomology der Oklahoma State University gekauft wurden, durften sich von weißen Neuseeland-Kaninchen ernähren. Ungefähr 2 Wochen nach der Anheftung (13–15 Tage), aber vor Abschluss der Fütterung wurden eine männliche und vier weibliche Zecken, die sich vollgestopft hatten, entfernt. Speicheldrüsen wurden präpariert, gepoolt und in 300 µL phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) (Corning) bei –80 °C gelagert. Vor der experimentellen Untersuchung wurde der gepoolte Speicheldrüsenextrakt (SGE) über nassem Eis aufgetaut und in einem TissueLyser II (Qiagen) homogenisiert. Bezogen auf das Gesamtvolumen der Suspension erhielt jedes Tier 15 µL SGE, was etwa der Hälfte einer Speicheldrüse entsprach.

Der Heartland-Virus-Stamm MO-4, der aus dem menschlichen Indexfall9 isoliert wurde, wurde vom World Reference Center for Emerging Viruses and Arboviruses (WRCEVA) (UTMB) bereitgestellt. Das Virus wurde viermal auf Vero E6-Zellen (CRL-1586) (American Type Culture Collection) passagiert. Der Virustiter wurde mithilfe eines Focus-Forming-Assays (FFA) bestimmt, der an zuvor veröffentlichte Methoden angepasst wurde50,51. Vero E6-Zellen wurden auf 12-Well-Platten (Corning) ausgesät und über Nacht anhaften gelassen. Ein Kulturmedium aus Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM) (Gibco), ergänzt mit 2 % fötalem Rinderserum (Hyclone) und 1 % Penicillin-Streptomycin (Corning), wurde bereitgestellt und die Platten wurden bei etwa 37 °C mit 5 % CO2 gehalten. Unmittelbar vor der Infektion wurde das Medium von den Platten abgesaugt und Reihenverdünnungen von HRTV wurden in dreifacher Ausfertigung auf den Zellmonoschichten verteilt. Eine Säule mit Vertiefungen wurde als Negativkontrolle verwendet und mit Medien versorgt. Die Platten wurden 1 Stunde lang inkubiert und alle 10 bis 15 Minuten leicht geschüttelt, um die Virusverteilung sicherzustellen. Nach der Inkubation wurde eine 0,8 %ige Methylzelluloseauflage hinzugefügt und die Platten wurden 4 Tage lang aufbewahrt. Methylcellulose wurde entfernt und die Platten wurden mit Methanol:Aceton (1:1) fixiert. Die Platten konnten vollständig an der Luft trocknen. Zellmembranen wurden durch 5-minütige Inkubation mit 0,5 % Triton X-100 (Sigma-Aldrich) in PBS permeabilisiert und dann mit 0,05 % Tween20 (Sigma-Aldrich) in PBS (PBST) gewaschen. Eine Blockierungslösung von PBST mit 5 % Ziegenserum (Sigma-Aldrich) und 1 % Rinderserumalbumin (Fisher Scientific) wurde 1 Stunde lang in den Vertiefungen inkubiert, gefolgt von einer weiteren Stunde Inkubation von Immunaszitesflüssigkeit der Maus gegen den HRTV-Stamm MO-4 ( 1:500) (WRCEVA). Die Platten wurden vor einer einstündigen Inkubation mit Ziegen-Anti-Maus-IgG-Sekundärantikörper, konjugiert an Meerrettichperoxidase (1:1000) (Invitrogen), mit PBST gewaschen. Nach einem weiteren PBST-Waschvorgang wurde AEC-Substrat, das gemäß dem ImmPACT AEC-Peroxidase (HRP)-Substrat-Kit (Vector Labs) vorbereitet und verwendet wurde, in jede Vertiefung gegeben und im Dunkeln entwickeln gelassen.

Erste Experimente wurden durchgeführt, um die Anfälligkeit verschiedener Labormäusestämme gegenüber einer HRTV-Infektion durch intraperitoneale (IP) und Fußballeninjektion (FP) unter Isoflurananästhesie zu beurteilen. Alle Mäuse erhielten eine einzelne Injektion von 1,49 × 105 FFU HRTV und wurden bis zu 18 Tage nach der Infektion (dpi) überwacht. Für jeden mit HRTV infizierten Mausstamm wurden nicht infizierte Kontrollgruppen verwendet. Kontrollmäuse wurden nach Anzahl, Geschlecht, Stamm und Alter als experimentell infizierte Mäuse gruppiert, erhielten jedoch eine einzelne IP-Injektion von PBS anstelle von HRTV. Diese Mäuse wurden auf die gleiche Weise behandelt und den gleichen Verfahren unterzogen wie experimentell infizierte Mäuse. Zunächst wurden immunkompetente CD-1-Mäuse und C57BL/6J untersucht, die von Charles River Laboratories (Wilmington, MA) bzw. The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) erworben wurden. Beide Mäusestämme waren zu Beginn der Studie etwa 7 Wochen alt. Nach der Bewertung immunkompetenter Mausstämme wurden zwei IFN-Rezeptor-Knockout-Mäusestämme bewertet. STAT1-Knockout-Mäuse, die eine mangelhafte Reaktion auf IFN-α/γ zeigen, wurden von Taconic Biosciences (Germantown, NY) gekauft, und A129-Knockout-Mäuse, die eine mangelhafte Reaktion auf IFN-α/β zeigten, wurden gezüchtet und in diesem spezifischen Umfeld gehalten Einrichtung für pathogenfreie Kolonien am UTMB. STAT1-Mäuse waren zu Studienbeginn etwa 5 Wochen alt und A129-Mäuse waren zu Studienbeginn 5 bis 6 Wochen alt.

Nach der Infektion wurden alle Mäuse auf klinische Manifestationen der Krankheit überwacht (Ergänzungstabelle S1), Vollblut wurde vor der Infektion und alle 2 bis 3 Tage über den retroorbitalen Sinus entnommen, um die Virämie zu bewerten, und am Ende der Studie wurde Vollblut per Herz entnommen Nach der Punktion wurden Milz, Leber, Nieren und Muskeln in der Nähe der Injektionsstelle entnommen, um die Viruslast zu bestimmen. Mäuse wurden durch Isofluran-Inhalation für die FP-Injektion und die Blutentnahme aus dem retroorbitalen Sinus sediert. Die Euthanasie erfolgte durch CO2-Inhalation und anschließende Zervixluxation. Blut- und Gewebeproben wurden entweder in TRIzol LS oder TRIzol (ThermoFisher Scientific) gelagert, bis sie für die RNA-Extraktion und die anschließende quantitative RT-PCR-Analyse homogenisiert wurden.

Achtzehn A129-Mäuse, 10 männliche und 8 weibliche, wurden verwendet, um die Auswirkungen von Zeckenspeichel auf die HRTV-Pathogenese zu bewerten. Aufgrund der begrenzten Verfügbarkeit von Mäusen im Alter von 3 Wochen wurden zu Beginn der Studie drei weibliche Mäuse im Alter von 33 Tagen und eine weibliche Maus im Alter von 22 Tagen als nicht infizierte Kontrollen bestimmt. Die verbleibenden 10 männlichen und vier weiblichen Mäuse, alle 22 Tage alt, wurden gewogen und nur für die Behandlung mit HRTV oder HRTV + SGE vorgesehen. Das Durchschnittsgewicht dieser Gruppen betrug 9,32 g bzw. 9,18 g. Alle Mäuse erhielten eine einzelne Injektion von 45 µL in den rechten Hinterpfoten. Negativkontrollmäuse erhielten Kulturmedium, Mäuse nur mit dem Virus erhielten 1,35 × 105 FFU HRTV und Virus-plus-SGE-Mäuse erhielten 1,35 × 105 FFU HRTV kombiniert mit SGE. Die Überwachung auf klinische Erkrankungen und die Blutentnahme wurden wie oben beschrieben abgeschlossen. Bei der Euthanasie wurden zusätzliche Vollblutproben für hämatologische und klinisch-chemische Analysen entnommen. Die Mäuse wurden entweder mit 3 oder 8 dpi eingeschläfert und sofort wurde eine Autopsie durchgeführt. Milz, Leber, Nieren, Gehirn, Herz, Lunge, Magen, Dünndarm und Hoden, sofern zutreffend, wurden unterteilt und in TRIzol zur RNA-Extraktion oder 10 % neutral gepuffertem Formalin (Fisher Scientific) zur histopathologischen Analyse gelagert.

Vor der Infektion und bei der Euthanasie wurde Vollblut in Röhrchen mit K3-EDTA gesammelt und vorsichtig umgedreht, bis es vermischt war. Die Proben wurden am Tag der Entnahme mit dem Hemavet 950FS-Gerät (Drew Scientific) analysiert. Die folgenden Parameter wurden ausgewertet: Anzahl der roten und weißen Blutkörperchen; Prozent und Anzahl der Leukozyten; Hämoglobin; Hämatokrit; mittleres Korpuskularvolumen; mittleres korpuskuläres Hämoglobin; mittlere korpuskuläre Hämoglobinkonzentration; und Blutplättchen.

Bei der Euthanasie wurde das Vollblut in Serumtrennröhrchen gesammelt und am Tag der Entnahme analysiert. Den Proben ließ man mindestens 20 Minuten lang gerinnen, bevor sie 10 Minuten lang bei 1500 × g zentrifugiert wurden. Die Analyse wurde mit dem Vetscan VS2-Gerät (Abaxis) unter Verwendung von Preventive Care Profile Plus-Rotoren durchgeführt. Die ausgewerteten Parameter waren Blut-Harnstoff-Stickstoff, Kreatinin, Alanin-Aminotransferase, alkalische Phosphatase, Aspartat-Aminotransferase, Gesamtbilirubin, Glucose, Kalzium, Gesamtprotein, Albumin, Globulin, Natrium, Kalium, Chlorid und Gesamtkohlendioxid.

Die Gesamt-RNA wurde aus Gewebe- und Vollblutproben mit RNeasy Mini Kits (Qiagen, LLC) gemäß zuvor veröffentlichten Methoden52 extrahiert, die aus dem TRIzol Reagent User Guide und dem RNeasy Mini Handbook modifiziert wurden. Unmittelbar nach der Entnahme wurden Gewebe- und Vollblutproben in TRIzol bzw. TRIzol LS-Reagenz gelagert. Die Proben wurden über Nacht gekühlt gelagert, um eine Inaktivierung des Krankheitserregers zu ermöglichen, bevor sie auf –80 °C übertragen wurden, bis die RNA-Extraktion abgeschlossen war. Vor der Extraktion wurden die Gewebe mit TissueLyser II (Qiagen) homogenisiert. Vollblutproben wurden nicht homogenisiert. Die Menge und Reinheit der RNA wurde mit dem Spektrophotometer NanoDrop 1000 (Fisher Scientific) oder DS-11 + (DeNovix) bewertet.

Die quantitative Echtzeit-Polymerase-Kettenreaktion (qRT-PCR) wurde durch die Kombination der Komponenten des iTaq Universal Probes One-Step Kits (Bio-Rad) und der HRTV-spezifischen Primersonde20 abgeschlossen. Diese Mischung wurde auf iQ 96-Well PCR-Platten (Bio-Rad) verteilt und bis zu einem Mikrogramm RNA hinzugefügt. Die Platten wurden versiegelt und die qRT-PCR wurde auf einem iQ5 Real-Time PCR-System (Bio-Rad) gemäß dem iTaq Universal Probes One-Step Kit-Protokoll durchgeführt. Um die Viruslast zu quantifizieren, wurde RNA aus zwei Proben mit bekannter Infektiosität extrahiert. Die resultierende RNA wurde in zweifacher Ausfertigung seriell verdünnt und die qRT-PCR wurde mit denselben Materialien und Protokollen durchgeführt, die für experimentelle Proben verwendet wurden. Die resultierenden Schwellenwertzykluswerte (CT) wurden für jede Verdünnung gemittelt und mit dem Logarithmus der Viruskonzentration aufgetragen, um eine lineare Gleichung zu erstellen und die Standardkurve zu bestimmen.

Die Gewebe wurden vor der Übergabe an BSL-2-Labore gemäß den UTMB-Standardarbeitsanweisungen für BSL-3-Wirkstoffe formalinfixiert. Die Gewebe wurden in Paraffin eingebettet und in 5 µm dicke Schnitte geschnitten. Die Hämatoxylin-Eosin-Färbung wurde bei allen entnommenen Organen durchgeführt, und die Immunhistochemie für das HRTV-Antigen wurde bei Milzen durchgeführt, die anhand zuvor veröffentlichter Methoden adaptiert wurden53. Die Objektträger wurden entparaffiniert und in Xylolen und abnehmenden Konzentrationen an Ethanol rehydratisiert. Die Objektträger wurden in DAKO Target Retrieval Solution (Agilent) getaucht und 20 Minuten lang in der Mikrowelle erhitzt. Nach dem Abkühlen auf Raumtemperatur wurden die Objektträger dann 5 Minuten lang unter Lichtschutz in 3 % H2O2 inkubiert, um endogene Peroxidase zu löschen. Das Mouse-On-Mouse-Kit (MOM) (Vector Labs) wurde verwendet, um die starke Hintergrundfärbung zu reduzieren, die bei der Verwendung von Maus-Primärantikörpern auf Mausgewebe entsteht. Die Objektträger wurden 1 Stunde lang mit MOM Mouse IgG Blocking Reagent inkubiert. Monoklonaler Maus-Anti-HRTV-Antikörper (MAb) 2AG954, 1:250 in MOM-Verdünnungsmittel verdünnt und über Nacht bei 4 °C inkubiert. Sekundärantikörper, biotinyliertes MOM-Anti-Maus-IgG, 1:250 in MOM-Arbeitslösung verdünnt, wurde 20 Minuten bei Raumtemperatur inkubiert. Die Inkubation mit Streptavidin-Peroxidase Ultrasensitive Polymer (Sigma-Aldrich) und das anschließende ImmPACT AEC Peroxidase (HRP)-Kit (Vector Labs) wurden gemäß den vom Hersteller bereitgestellten Protokollen zum Nachweis biotinylierter Antikörper durchgeführt. Die Objektträger wurden mit Harris-Hämatoxylin (Fisher Scientific) gegengefärbt und in wässriges Eindeckmedium Vectamount AQ (Vector Labs) eingehängt.

Statistische Analysen wurden mit GraphPad Prism 9 (GraphPad) durchgeführt. Die Daten für jede Gruppe wurden gemittelt und der Standardfehler des Mittelwerts (SEM) berechnet (95 %-KI). Die statistische Signifikanz wurde für Ergebnisse ermittelt, die einen p-Wert < 0,05 aufwiesen. Die Daten zu Virämie und Viruslast wurden mithilfe eines zweiseitigen, ungepaarten t-Tests mit Welch-Korrektur ausgewertet. Hämatologische Daten wurden mithilfe des ANOVA-Tests von Brown-Forsythe und Welch mit dem T3-Mehrfachvergleichstest von Dunnett ausgewertet.

Die für jedes Experiment verwendeten nicht infizierten Kontrollmäuse entwickelten keine klinischen Symptome, Gewichtsverlust oder Komplikationen an der Injektionsstelle. Immunkompetente CD-1- und C57Bl/6J-Mäuse reagierten nicht auf HRTV, wenn sie durch FP- und IP-Injektion infiziert wurden. Alle für diese Experimente verwendeten Mäuse waren weiblich. Auf jedem Weg wurden fünf CD-1-Mäuse geimpft. Fünf C57BL/6J-Mäuse wurden auf jedem Weg geimpft, aber zwei Mäuse in der IP-Gruppe erholten sich nicht von der während der Inokulation verwendeten Anästhesie. Nach der Infektion wurden klinische Beobachtungen und Körpergewichtsmessungen durchgeführt, es traten jedoch keine Anzeichen einer Krankheit oder eines Gewichtsverlusts auf. Blut wurde mit 2, 4, 6, 8, 10, 12 und 18 dpi gesammelt. Eine über das FP inokulierte CD-1-Maus wies bei 10 und 18 dpi nachweisbare virale RNA auf (Abb. 2). Eine über den IP-Weg inokulierte C57BL/6J-Maus wies nachweisbare virale RNA bei 6 dpi auf, während eine über den FP inokulierte C57BL/6J-Maus nachweisbare virale RNA bei 12 dpi aufwies (Abb. 2). Bei keiner anderen CD-1- oder C57BL/6J-Maus wurde virale RNA nachgewiesen. Bei 18 dpi wurden alle überlebenden Mäuse durch CO2-Inhalation und anschließende Zervixluxation eingeschläfert. Bei allen Mäusen wurde eine Autopsie durchgeführt, um Milz, Niere, Leber und Muskeln neben der Injektionsstelle zu entnehmen. Es gab keine groben pathologischen Beobachtungen. Die Organe wurden unterteilt und entweder in Trizol oder 10 % Formalin gelegt. Der Virusnachweis durch qRT-PCR zeigte, dass virale RNA in drei der Milzen der IP-infizierten CD-1-Mäuse, einer Milz der IP-infizierten C57BL/6J-Mäuse und einer Milz der FP-infizierten C57BL/6J-Mäuse vorhanden war (Abb. 2). Die mit FP inokulierte C57BL/6J-Maus, die bei 12 dpi virämisch war, war dieselbe Maus, bei der das Virus in der Milz nachgewiesen wurde. Bei keiner anderen Maus wurde virale RNA in der Milz oder im Blut nachgewiesen.

Nachweis viraler RNA im Blut und Krankheitszeichen in Experimenten zur Bewertung der Wirtsanfälligkeit. HRTV-Virus-RNA, nachgewiesen durch qRT-PCR in Blut (a) und Milz (b) bei allen Mausstämmen. Mäuse wurden HRTV über eine Footpad-Injektion (FP) oder eine intraperitoneale Injektion (IP) ausgesetzt. Veränderungen des Körpergewichts (c) und des klinischen Scores (d) von A129-Mäusen nach der Herausforderung mit HRTV. Fehlerbalken zeigen SEM.

Stat1-Mäuse hatten im Vergleich zu immunkompetenten Mäusen eine erhöhte Anfälligkeit für HRTV. Gruppen von sechs weiblichen Mäusen wurde HRTV über den FP- oder IP-Weg injiziert. Es wurden keine klinischen Krankheitssymptome oder Gewichtsverlust beobachtet. Blut wurde mit 2, 4, 7, 9, 11 und 18 dpi gesammelt. Bei 2 dpi hatten drei IP-injizierte Mäuse und eine FP-injizierte Maus nachweisbare virale RNA (Abb. 2). Eine weitere FP-injizierte Maus zeigte virale RNA bei 9 dpi. Die Autopsie wurde mit 18 dpi durchgeführt und es gab keine groben pathologischen Beobachtungen. Virale RNA wurde durch qRT-PCR in der Milz aller IP-injizierten Stat1-Mäuse und aller bis auf eine Milz von FP-injizierten Mäusen nachgewiesen (Abb. 2). Virale RNA wurde auch in der Leber einer IP-injizierten Maus nachgewiesen, bei der ebenfalls virale RNA im Blut bei 2 dpi nachgewiesen wurde.

A129-Mäuse waren anfällig für HRTV, wenn sie über den FP- und IP-Weg injiziert wurden. Gruppen von sechs Mäusen (drei Männchen und drei Weibchen pro Gruppe) wurden am Tag 0 geimpft und bis 11 dpi überwacht. Klinische Symptome entwickelten sich bei 2 dpi und erreichten bei beiden infizierten Gruppen ihren Höhepunkt zwischen 3 und 4 dpi (Abb. 2). Anfänglich zeigten die Mäuse eine verminderte Fellpflege und entwickelten dann ein stumpfes oder raues Fell sowie eine verminderte Käfigaktivität, die bei Provokation normal war. Ab 4 dpi begannen die klinischen Symptome der FP-infizierten Mäuse an Schwere abzunehmen, aber die Mäuse normalisierten sich nicht wieder. Die klinischen Symptome der IP-infizierten Mäuse nahmen nach 4 dpi weder zu noch ab.

Bei 2 dpi begann bei infizierten Mäusen ein Gewichtsverlust (Abb. 2). Dies war zwischen den Infektionswegen oder innerhalb der Gruppen nicht konsistent. Aufgrund der natürlichen Unterschiede in den Gewichtsbereichen zwischen Mäusen wurden Gewichtsveränderungen durch Vergleich der prozentualen Veränderung für jedes Tier gegenüber seinem Grundgewicht am Tag 0 bewertet. Die FP-infizierten Mäuse hatten einen maximalen Gewichtsverlust bei 2 dpi mit einem durchschnittlichen Verlust von 1,1 %, die individuellen Gewichtsveränderungen reichten von einem Verlust von 7,5 % bis zu einer Zunahme von 5,1 %. Bei 6 dpi war die durchschnittliche Gewichtsveränderung der Gruppe größer als die Ausgangsgewichte. Außer dem einen Gewichtsverlust von 7,5 % bei 2 dpi ergab keine andere Messung einen Gewichtsverlust von ≥ 5 %, und zwei der drei männlichen Mäuse in dieser Gruppe hatten keinen Gewichtsverlust. Der Gewichtsverlust der IP-infizierten Mäuse erreichte seinen Höhepunkt bei 6 dpi mit einem durchschnittlichen Verlust von 7,3 %, die individuellen Gewichtsveränderungen reichten von einem Verlust von 15,7 % bis zu einer Zunahme von 2,2 %. Alle Mäuse in dieser Gruppe zeigten während des Experiments einen Gewichtsverlust und obwohl eine männliche Maus einen maximalen Gewichtsverlust von 1,7 % aufwies, hatten alle anderen Mäuse in der Gruppe einen Gewichtsverlust von > 5 %. Bei 11 dpi hatten alle Mäuse bis auf ein Weibchen begonnen, an Gewicht zuzunehmen. Von den fünf Mäusen, die an Gewicht zunahmen, übertrafen nur zwei ihre Ausgangswerte.

Blut wurde bei 2, 4, 6 und 11 dpi gesammelt und mittels qRT-PCR auf virale RNA getestet. Bei einer weiblichen Maus in der FP-Infektionsgruppe wurde keine virale RNA im Blut nachgewiesen. Bei allen anderen infizierten Mäusen wurde bei mindestens einer Sammlung zwischen 2 und 6 dpi virale RNA nachgewiesen (Abb. 2). Bei 11 dpi war keine virale RNA vorhanden. Bei der Autopsie wurden Milz, Niere, Leber und Muskeln in der Nähe der Injektionsstelle für eine Viruslastanalyse und Histopathologie entnommen. Mittels qRT-PCR wurde in der Milz aller infizierten Mäuse virale RNA gefunden.

Fünf Wochen alte Stat1-Mäuse zeigten keine klinischen Krankheitssymptome, wiesen jedoch in der Milz und im Blut der meisten infizierten Tiere virale RNA auf. Zeckenspeichel verschlimmert die klinische Erkrankung des Heartland-Virus bei A129-Mäusen.

Alle Mäuse erhielten eine einzelne Injektion von 45 µL in den rechten hinteren FP. Nicht infizierte Kontrollmäuse zeigten keine Reaktionen an der Injektionsstelle (Abb. 3). Zwei Mäuse, die HRTV erhielten, entwickelten nur eine leichte Schwellung des Hinterfußes bei 1 dpi, die sich auf alle Mäuse zwischen 3 und 4 dpi ausweitete. Die Schwellung nahm zwischen 5 und 6 dpi zu, wobei bei einer Maus die rechte Hinterextremität weniger genutzt wurde. Diese Reaktionen begannen bei 7 dpi abzuklingen, wobei nur eine Maus bis zum Ende der Studie bei 8 dpi weiterhin eine leichte Schwellung aufwies. Im Gegensatz zur reinen HRTV-Gruppe hatten Mäuse, die HRTV + SGE erhielten, bei 1 dpi Blutergüsse und eine mäßige Schwellung am Hinterfuß. Bei 3 dpi war die Schwellung so weit fortgeschritten, dass sie auch das rechte Hinterbein umfasste, und bei allen Mäusen war die Beanspruchung des betroffenen Glieds eingeschränkt. Die Schwellung war bis zum Ende der Studie nicht zurückgegangen, aber zwei Mäuse konnten die rechte Hinterextremität wieder vollständig nutzen. Bei 3 dpi begannen die Mäuse in der HRTV + SGE-Gruppe eine verminderte Fellpflege zu zeigen, und die klinischen Krankheitssymptome erreichten in dieser Gruppe ihren Höhepunkt bei 5 dpi, wenn ihnen stumpfes oder raues Fell und eine verminderte Aktivität präsentiert wurden, die sich bei Provokation normalisierte. Die Symptome verschwanden bei diesen Tieren zwischen 7 und 8 dpi. Klinische Symptome wurden nur in der HRTV-Gruppe bei 5 dpi beobachtet, bei der die Mäuse weniger Fellpflege aufwiesen. Die Reaktionen an der Injektionsstelle und die klinischen Symptome waren bei den Tieren mit HRTV + SGE schwerwiegender als bei den Tieren nur mit HRTV. Darüber hinaus traten die Symptome bei den HRTV + SGE-Tieren früher auf und dauerten länger.

Klinische Krankheitszeichen und viraler RNA-Nachweis im Einfluss von Zeckenspeichel auf das HRTV-Pathogenese-Experiment. Die Tiere wurden täglich beobachtet und gewogen, um die Krankheit zu beurteilen, und ihnen wurde eine kumulative Bewertung basierend auf der Bewertungstabelle in Tabelle S1 zugewiesen. Einzelne klinische Ergebnisse und Körpergewichtsveränderungen gegenüber dem Ausgangswert werden angezeigt (a,b). Nach der Infektion wurde in regelmäßigen Abständen Blut entnommen und am Ende wurden Gewebe entnommen, um die Viruslast mittels qRT-PCR (c–e) zu bestimmen. Die Daten zur Viruslast werden als FFU-Äquivalente pro Mikrogramm RNA nach Normalisierung auf eine Standardkurve ausgedrückt. Die statistische Signifikanz zwischen infizierten Gruppen wurde mithilfe eines ungepaarten zweiseitigen T-Tests mit Welch-Korrektur bestimmt. Fehlerbalken zeigen SEM.

Bei 1, 3, 5 und 8 dpi wurde Blut gesammelt, um das Vorhandensein viraler RNA zu bestimmen. Alle infizierten Mäuse hatten nachweisbare virale RNA im Blut und diese war in der HRTV + SGE-Gruppe mit 1 dpi (p = 0,095) und 3 dpi (p = 0,0012) signifikant höher als in der Gruppe nur mit HRTV (Abb. 3). Virale RNA blieb länger im Blut von HRTV + SGE-Mäusen bestehen. Bei 8 dpi hatte eine von drei reinen HRTV-Mäusen noch nachweisbare virale RNA, aber drei von drei HRTV + SGE-Mäusen hatten nachweisbare virale RNA. Mäuse in der HRTV + SGE-Gruppe hatten auch höhere Viruslasten in Milz (p = 0,0134), Leber (p = 0,0189), Gehirn (p = 0,0164), Darm (p = 0,005), Lunge (p = 0,042) und Hoden bei 3 dpi als nur HRTV-Mäuse (Abb. 3). Die statistische Signifikanz für die Hoden konnte aufgrund der geringen Stichprobengröße in jeder Gruppe (n = 2) nicht ermittelt werden. Anders als in den Wirtsanfälligkeitsexperimenten mit A129-Mäusen wurde bei allen infizierten Mäusen zu beiden Autopsiezeitpunkten eine Splenomegalie beobachtet. Dies könnte darauf zurückzuführen sein, dass jüngere Mäuse für Experimente mit Zeckenspeichel verwendet wurden. Organgewichte wurden nicht erhoben, aber basierend auf Beobachtungen und Fotos, die während der Autopsie gemacht wurden, sowie auf Objektträgern der Milz, war die Splenomegalie in der Gruppe, die nur HRTV hatte, weniger schwerwiegend.

Das vor der Infektion und bei der Autopsie zur hämatologischen Analyse entnommene Blut zeigte bei beiden infizierten Gruppen sowohl bei 3 als auch bei 8 dpi drastische Veränderungen gegenüber den Ausgangswerten (Abb. 4). Die Thrombozytenzahl blieb zwischen der Grundlinie und den 3-dpi-Messungen stabil und stieg in der HRTV + SGE-Gruppe bei 8 dpi an (Abb. 4, Ergänzungstabelle S2). Bei beiden infizierten Mäusegruppen war die Anzahl der weißen Blutkörperchen bei 3 dpi leicht und bei 8 dpi deutlich erhöht. Dies war in der HRTV + SGE-Gruppe stärker ausgeprägt. Trotz der erhöhten Anzahl weißer Blutkörperchen wiesen beide infizierten Gruppen bei 3 dpi erschöpfte Lymphozyten auf. Die HRTV + SGE-Gruppe war im Vergleich zu den Kontrollmäusen signifikant reduziert (p = 0,0020) und diese Werte waren bei 8 dpi nicht auf die Ausgangswerte zurückgekehrt (Abb. 4). Beide infizierten Gruppen zeigten nach der Infektion erhöhte Neutrophile, wobei die HRTV + SGE-Gruppe sowohl bei 3 dpi (p = 0,0005) als auch bei 8 dpi (p = 0,0153) stärker zunahm (Abb. 4) im Vergleich zu den Kontrollmäusen. Das bei der Autopsie für die klinische Chemie entnommene Blut war nicht schlüssig (Ergänzungstabelle S3).

Hämatologie Hämatologische Parameter wurden anhand von Vollblut ausgewertet, das bei 3 dpi- und 8 dpi-Abschlüssen gesammelt wurde. Zu den ausgewerteten Parametern gehörten die Gesamtzahl der Leukozyten (a,b), der Blutplättchen (c,d) und der Prozentsatz der Neutrophilen (e,f), Lymphozyten (g,h), Monozyten (i,j), Eosinophilen (k,l) und Basophile (m,n). Die statistische Analyse wurde unter Verwendung des ANOVA-Tests von Brown-Forsythe und Welch mit dem T3-Mehrfachvergleichstest von Dunnett durchgeführt. Fehlerbalken zeigen SEM.

Die Lebern zeigten bei 8 dpi eine gemischte Entzündung des Pfortadertrakts und der Zentralvene, die in der HRTV + SGE-Gruppe schwerwiegender war (Abb. 5, Ergänzungstabelle S4). Megakaryozyten wurden bei 3 und 8 dpi beobachtet, waren jedoch bei HRTV + SGE-Mäusen häufiger. Zu beiden Zeitpunkten wurde in beiden Gruppen eine erhöhte Zellularität in sinusförmigen Räumen beobachtet, der Zellphänotyp konnte jedoch nicht bestimmt werden. Granulomartige lobuläre Läsionen mit eosinophilen Infiltraten traten häufiger bei 3 dpi und nur bei HRTV-Mäusen auf. Die Milzen aller infizierten Mäuse hatten eine extramedulläre Hämatopoese (EH), eine erschöpfte weiße Pulpa und es fehlten Keimzentren (Abb. 6, Ergänzungstabelle S5). Die EH-Werte waren in der HRTV + SGE-Gruppe bei 3 dpi etwas höher, unterschieden sich jedoch nicht bei 8 dpi. Beide infizierten Gruppen hatten einen leicht verringerten durchschnittlichen Durchmesser der periarteriolaren Lymphscheide (PALS) bei 3 dpi. Nicht infizierte Kontrollmäuse hatten einen durchschnittlichen PALS-Score von 307,79 (± 20,59), während HRTV-Mäuse nur 280,75 (± 46,06) und HRTV + SGE-Mäuse 282,98 (± 20,26) aufwiesen. Virales Antigen war in der HRTV + SGE-Gruppe bei 3 dpi am häufigsten und war bei 8 dpi zwischen infizierten Gruppen ähnlich (Abb. 7, Ergänzungstabelle S5). Dies stimmte mit der Viruslastanalyse für die Milzen überein.

Leberpathologie Hämatoxylin- und Eosin-Färbung von Leberschnitten zeigte mehrere histopathologische Veränderungen bei infizierten Mäusen. Kontrollhistologie einer nicht infizierten Maus mit dargestelltem Pfortadertrakt (PT) und Zentralvene (CE) (a). Zu den Pathologien infizierter Mäuse gehörten Pfortaderentzündung mit Pfortader- und Zentralvenulitis (PV, CV) (b), neutrophile Entzündung des Pfortadertrakts (c), lobuläre Megakaryozyten (schwarzer Pfeil, d), lobuläre Entzündung (weißer Pfeil, e), und granulomartige lobuläre Läsionen mit eosinophilen Infiltraten (schwarze Pfeilspitze, f und weiße Pfeilspitze, g). Vollständige pathologische Beobachtungen sind in der S4-Tabelle verfügbar.

Milzpathologie Hämatoxylin- und Eosin-Färbung von Milzschnitten zeigte mehrere histopathologische Veränderungen bei infizierten Mäusen. Kontrollhistologie einer nicht infizierten Maus (a) mit normaler Struktur. Verringerung des durchschnittlichen PALS-Durchmessers, gemessen bei mit HRTV (b) und HRTV + SGE (c) infizierten Mäusen bei 3 dpi. Eine erhöhte Hämatopoese wurde in der Milz von HRTV + SGE-Mäusen bei 3 dpi (c), HRTV-Mäusen bei 8 dpi (d) und HRTV + SGE-Mäusen (e) bei 8 dpi beobachtet. Erschöpftes weißes Fruchtfleisch und Fehlen von Keimzentren (b–e) in infizierten Gruppen bei 3 dpi und 8 dpi. Vollständige Pathologiebeobachtungen und PALS-Durchschnittswerte für alle Mäuse in der S5-Tabelle.

HRTV-Antigen-Nachweis in der Milz Zur Visualisierung des HRTV-Antigens (rotes Signal) wurde eine Immunhistochemie (IHC) an Milzschnitten durchgeführt und mit Hämatoxylin gegengefärbt. Repräsentative Bilder von nicht infizierter Milz mit minimaler unspezifischer Färbung (a), HRTV-infizierter Maus bei 3 dpi (b), HRTV + SGE-infizierter Maus bei 3 dpi (c), HRTV-infizierter Maus bei 8 dpi (d) und HRTV + SGE infizierte Maus bei 8 dpi (e). Bewertung des Antigenschweregrads für alle in der S5-Tabelle aufgeführten Tiere. Die Maßstabsbalken betragen 500 µm für die Panels (a–e) und 200 µm für Einschubbilder.

Hier durchgeführte und zuvor beschriebene Wirtsanfälligkeitsstudien haben gezeigt, dass viele Arten immunkompetenter Tiere, darunter CD-1- und C57Bl/6-Mäuse, Hamster, Kaninchen, Hühner, Ziegen und Waschbären, gegenüber einer HRTV-Infektion resistent sind38. Es wurde gezeigt, dass Mäuse und Hamster mit Interferonrezeptormangel unterschiedlich stark anfällig für HRTV sind38,39,40,41,42. Es wurde gezeigt, dass Stat2-Hamster im Alter von 4 bis 5 Wochen und A129-Mäuse im Alter von 5 bis 6 Wochen, beide mit einem IFN-α/β-Rezeptormangel, klinische Krankheitssymptome zeigen, eine Virämie entwickeln und virale RNA in Organen isoliert wurde. Bei einem kleinen Prozentsatz der Stat2-Hamster kam es zu Todesfällen41. Drei Wochen alte AG129-Mäuse mit IFN-α/β/γ-Rezeptormangel waren sehr anfällig für eine HRTV-Infektion und entwickelten nachweislich eine schwere klinische Erkrankung, die tödlichen Fällen beim Menschen ähnelt38. Trotz der Ähnlichkeit mit schweren Fällen beim Menschen betrug die berechnete 50-prozentige tödliche Dosis (LD50) bei AG129-Mäusen 9 Plaque-bildende Einheiten (PFU)38. Sieben bis 11 Wochen alte IFNAR-/−-Mäuse entwickelten dosisabhängig schwere klinische Erkrankungen, wenn sie subkutan, intraperitoneal oder intravenös injiziert wurden42. Basierend auf der niedrigen berechneten LD50 für AG129-Mäuse und den Ergebnissen von Experimenten mit Tieren mit IFN-α/β-Rezeptor-Mangel wurde festgestellt, dass 3 Wochen alte A129-Mäuse das optimale Modell für die Untersuchung von Speichelfaktoren des Arthropodenvektors A. americanum wären , um die HRTV-Krankheit zu verschlimmern. In dieser Arbeit haben wir gezeigt, dass A129-Mäuse einen nichttödlichen Krankheitsverlauf entwickeln, der Ähnlichkeiten mit HRTV-Fällen beim Menschen aufweist, einschließlich Splenomegalie, Infektion mehrerer Organe und pathologische Veränderungen in Leber und Milz.

HRTV-Fälle beim Menschen sind oft durch Thrombozytopenie und Leukopenie gekennzeichnet9,14,16, diese wurden jedoch bei A129-Mäusen nicht beobachtet. Dies kann auf Unterschiede in den Zeiten nach der Exposition zurückzuführen sein, in denen die Probenahme erfolgt. Für unsere Arbeit wurden diese Parameter nach 8 dpi nicht ausgewertet, da ein exponierter Mensch möglicherweise erst dann weiß, wann er exponiert wurde, oder einen Arzt aufsucht, wenn er mehrere Tage lang krank war.

Darüber hinaus nehmen bei Kombination von HRTV mit A. americanum SGE die Schwere und Dauer der Erkrankung im Vergleich zu einer Infektion mit dem Virus allein zu. Zeckenspeichel enthält ein Repertoire an pharmakologisch aktiven Protein- und Nichtproteinfaktoren, von denen bekannt ist, dass sie die Bluternährung und die Übertragung von Krankheitserregern erleichtern. Speichelfaktoren von Zecken schaffen eine Umgebung, die die Übertragung von Krankheitserregern ermöglicht, und erhöhen den Schweregrad über SAT43,47,48,49,52. Unser Ergebnis unterstreicht die Notwendigkeit, bei der Entwicklung von Tiermodellen für Arboviren Wechselwirkungen zwischen Pathogen, Wirt und Vektor zu berücksichtigen, da gezeigt wurde, dass der Vektorfütterungsprozess eine Umgebung schafft, die die Übertragung von Krankheiten ermöglicht und den Schweregrad über SAT erhöht43,47,48,49 ,52. Die Identifizierung und Charakterisierung von Speichelfaktoren, die die HRTV-Übertragung verstärken, wird es uns ermöglichen, die Biologie der HRTV-Übertragung besser zu verstehen. Das hier beschriebene Tiermodell wird bei der Bestimmung der spezifischen Bestandteile des Zeckenspeichels hilfreich sein, die den Krankheitsverlauf beeinflussen. Die Isolierung dieser Komponenten könnte potenzielle Ziele für die Entwicklung von Impfstoffen darstellen, um die Übertragung von Krankheiten zu blockieren oder möglicherweise Zeckenstiche zu stoppen, indem die Nahrungsaufnahme verhindert wird.

Da mehrere Zeckenarten in der Lage sind, mehrere Krankheitserreger zu übertragen, könnte ein Impfstoff, der eine erfolgreiche Fütterung verhindern würde, viel wirksamer sein als die Entwicklung von Impfstoffen gegen einzelne Krankheitserreger, könnte aber deutlich schwieriger zu entwickeln sein. Es hat sich gezeigt, dass die Zusammensetzung des Zeckenspeichels je nach Zeckenart und Lebensstadium variiert und sich während des Nahrungsaufnahmevorgangs und als Reaktion auf den Wirt, den die Zecke frisst, verändert43,44,45,46,48,49,55,56 . Die Identifizierung eines einzelnen Speichelfaktors über mehrere Zeckenarten und Lebensstadien hinweg ist möglicherweise nicht möglich. Die sich während des Fütterungsprozesses ändernde Zusammensetzung des Zeckenspeichels stellt eine zusätzliche Herausforderung für die Impfstoffentwicklung dar. Die Anheftungsdauer, die Ixodes scapularis benötigt, um verschiedene Krankheitserreger zu übertragen, wurde ziemlich gut untersucht, wobei einige Krankheitserreger bereits 15 Minuten nach der Anheftung übertragen werden, während andere Krankheitserreger 24 bis 48 Stunden nach der Anheftung benötigen können57,58,59. Die für andere Zeckenarten und Krankheitserreger, einschließlich A. americanum und HRTV, erforderliche minimale Zeckenanheftungszeit wurde nur unzureichend untersucht und würde zusätzliche Experimente erfordern, um Speichelfaktoren zu identifizieren, die früh genug im Zeckenfütterungsprozess auftreten, um eine Krankheitsübertragung zu verhindern.

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Die Finanzierung erfolgte durch NIAID/NIH (Fördernummer: R21 AI113128).

SUNY Center for Vector-Borne Diseases, Upstate Medical University, Syracuse, NY, USA

Erin S. Reynolds und Saravanan Thangamani

Institut für globale Gesundheits- und Translationswissenschaften, Upstate Medical University, Syracuse, NY, USA

Erin S. Reynolds und Saravanan Thangamani

Abteilung für Mikrobiologie und Immunologie, Upstate Medical University, Syracuse, NY, USA

Erin S. Reynolds und Saravanan Thangamani

Abteilung für Pathologie, University of Arkansas for Medical Sciences, Little Rock, AR, USA

Jacob T. Wooldridge

Abteilung für Pathologie, medizinische Abteilung der University of Texas in Galveston, Galveston, TX, USA

Heather L. Stevenson

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ESR: entwarf und kuratierte die Studie; analysierte die Daten; schrieb den ersten Entwurf des Manuskripts. JTW: analysierte die Daten; hat das Manuskript bearbeitet. HS: hat die Daten analysiert; bearbeitete das Manuskript. ST: konzipierte, gestaltete und kuratierte die Studie; analysierte die Daten; Beitrag zu Reagenzien, Materialien und Analysetools/Software; gesicherte Finanzierung der Studie; hat das Manuskript bearbeitet.

Korrespondenz mit Saravanan Thangamani.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Reynolds, ES, Wooldridge, JT, Stevenson, HL et al. Speichelfaktoren der Lone Star-Zecke, Amblyomma americanum, verschlimmern das klinische Ergebnis der Heartland-Virus-Erkrankung in einem Kleintiermodell. Sci Rep 13, 13304 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-40397-x

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Eingegangen: 17. April 2023

Angenommen: 09. August 2023

Veröffentlicht: 16. August 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-40397-x

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